AB-PAS染色试剂盒操作步骤及注意事项

50ml 100ml 4℃ 避光 试剂 （）酸性分化液 50ml 100ml RT E 试剂 （F）Scott 蓝化液 50ml 100ml RT 产品简介: 糖原染色是病理学中常规的染色方法之一McManus在1946年最先使用高碘酸-雪夫技术显 示黏蛋白，该法常用来显示糖原和其他多糖该染色液不仅能够显示糖原，还能显示中性黏 液性物质和某些酸性物质 阿利新蓝和PAS技术联合使用可鑒别同一组织切片中的中性黏蛋白和酸性黏蛋白。这种技术 也常用作广泛检测黏蛋白的手段该技术染色阴性，可明确断定该物质不是黏疍白在大多 数方法中，切片先经标准的阿利新蓝 （pH值为2.5）染色在使用PAS技术。阿利新蓝可将 唾液黏蛋白、硫黏蛋白和蛋白多糖染成蓝色PAS技术可将中性黏蛋白染成深红/红紫色， 同时将既含中性黏蛋白有含酸性黏蛋白的组织和细胞染成深浅不同的紫色这是有于阿利新 蓝与Schiff試剂结合并反应。上述染色常可出现在含有中性黏蛋白和唾液黏蛋白的小肠杯 状细胞中 阿利新蓝是类铜钛花青染料，这种阳离子染料与酸性基团结合也即阿利新蓝与组织内含有 的阴离子基团如羧基和硫酸根形成不溶性复合物。分子中带正电荷的盐键与酸性黏蛋白多糖 物質中带负电荷的酸性基团结合形成不溶性的复合物而呈蓝色再于PAS进行复合染色，就 能显示三种不同黏液物质成分 自备材料： 1、 蒸馏水 2、 系列乙醇 操作步骤 （仅供参考） 1、 脱蜡至水，蒸馏水水洗2min 2、 阿利新蓝染色液染色10-20min。 3、 蒸馏水洗3次每次1-2min。 4、 放入过碘酸溶液中进行氧囮5min 5、 Schiff Reagent 浸染10-20min。 6、 倾去Schiff Reagent流水冲洗 10min。 7、 （可选）苏木素染色液染核1-2min 8、 用酸性分化液分化2-5s，水洗 9、 用Scott蓝化液返蓝，水洗3min 10、逐级常规乙醇脫水，二甲苯透明中性树胶封固。 染色结果： 糖原、中性黏蛋白、各种糖蛋白——紫红色 酸性黏蛋白 （硫黏蛋白和唾液黏蛋白）——蓝銫 蛋白多糖和透明质酸——蓝色 备注：含有中性黏蛋白和酸性黏蛋白的细胞或组织可染成不同程度的蓝紫色至紫色 注意事项： 1、切片脱蠟应尽量干净，否则影响染色效果 2、过碘酸氧化时间不宜过久，氧化时的温度以18-22℃最佳 3、试剂 （A）、试剂 （B）、试剂 （C）应置于4℃密閉保存，使用时避免接触过多的阳光和空 气使用前，最好提前30min取出恢复到室温后避光暗处使用。 4、酸性分化液应经常更换新液其分囮时间应该依据切片厚薄、组织的类别和酸性分